– PRÁCTICA 18- PRUEBA IMVIC

 

 

1.FUNDAMENTO

  • Se trata de un conjunto de cuatro pruebas bioquímicas,empleadas fundamentalmente para la identificación de enterobacterias.
  • Consta de :

-Prueba de Indol

-Prueba de Rojo Metilo

-Prueba de Voyes-Proskauer

-Prueba de Citrato

  • Cada una de ellas nos da una característica determinada de la bacteria en estudio, indicadas para enterobacterias.

 

PRUEBA DE INDOL

  1. FUNDAMENTO
  • Se trata de una prueba en la que determinamos si la bacteria es capaz de desgrada el triptófano, dando lugar a Indol.
  • Si degrada este Aminoácido, nos indicará que produce la enzima triptofanasa.
  • Utilizamos como medio Agua de Peptona, y un reactivo que reacciona con el indol, formando un compuesto de color rojo intenso —-Reactivo de Kovac

    2.  OBJETIVO

  • El objetivo de esta práctica es determinar si la bacteria produce la enzima triptofanasa

3. MATERIALES

  • Papel de filtro
  • Guantes
  • Tubo con medio Agua de Peptona
  • Mechero Bunsen
  • Reactivo de Kovac
  • Muestra con las bacterias 5 /11
  • Estufa

4. PROCEDIMIENTO

  • Preparamos el banco de trabajo con todo lo necesario para la práctica
  • Inocular una o dos colonias en el medio Caldo de Peptona, e incubar durante 24-48 horas a 35-37 ºC
  • Añadir 5 gotas de Reactivo de Kovac al caldo de cultivo
cof
cof
  • Efectuar lectura

-Indol + —————Banda de color rosa intenso o rojo-violeta en la superficie

-Indol –  ————-Banda de color amarillo en la superficie del caldo de cultivo

5. RESULTADOS

  • Ambas bacterias han resultado con una banda de color amarillo en su superficie
cof
cof

 

6. INTERPRETACIÓN RESULTADOS

  • Tanto la bacteria 5 como la 11 nos ha dado negativo, apareciendo una banda de color amarillo en la superficie del caldo de cultivo

 

PRUEBA ROJO METILO

  1. FUNDAMENTO
  • Se trata de una prueba para determinar la capacidad de una bacteria de fermentar glucosa por la vía ácido-mixta, con producción de ácido
  • Para detectar si se han producido ácidos utilizamos como indicador de pH el rojo de metilo, que actúa entre pH 4,2 (rojo) y pH  6,3 (amarillo)

  2. OBJETIVO

  • El objetivo de esta práctica es determinar si el metabolismo de la glucosa utilizado por la bacteria es del tipo ácido – mixta.

    3. MATERIALES

  • Papel de filtro
  • Guantes
  • Tubo con medio MRVP
  • Muestra con las colonias bacterianas
  • Mechero Bunsen
  • Asa de platino
  • Reactivo Rojo Metilo
  • Estufa

   4. PROCEDIMIENTO

  • Preparar el banco de trabajo con todo el material necesario
  • Suspender un inóculo en el medio de cultivo MRVP, y mezclar por rotación
  • Incubar durante 24-48 horas a 35-37 ºC
  • Una vez incubados, añadir 5 gotas de solución indicadora de Rojo de Metilo, y mezclamos por rotación
cof
  • Efectuamos la lectura

-Medio de color rojizo (ácido)   —— Metilo positiva (+)

-Medio de color amarillo (básico) ——- Metilo negativa (-)

-Suele realizarse la lectura a las 48 horas para evitar falsos positivos , pudiendo encontrar el cultivo en un punto en el que esté produciendo ácido pero para otros fines

  5.  RESULTADOS

  • Ambas bacterias nos han resultado con el medio de color amarillo
cof

 

  6.  INTERPRETACIÓN RESULTADOS

  • Las dos bacterias en estudio nos han resultado Metilo negativas (-) , al aparecer un medio de color amarillento, y no rojizo.
  • Ésto indica que las bacterias no fermentan la glucosa por vía ácido -mixta

 

 

PRUEBA VOYES-PROSKAUER

  1. FUNDAMENTO
  • Esta prueba consiste en determinar la capacidad de la bacteria de fermentar la glucosa por vía butanodiólica
  • En el caso que utilice esta vía, produce un compuesto intermedio propio de esta fermentación, la Acetoína, la cual va a reaccionar con el reactivo utilizado (alfa-naftol)
  • Medio utilizado es —- MRVP

       2.  OBJETIVO

  • El objetivo de esta práctica es determinar si nuestras bacterias en estudio fermentan la glucosa por vía butanodiólica.

      3. MATERIALES

  • Papel de filtro
  • Guantes
  • Tubos con medio MRVP
  • Mechero Bunsen
  • Asa de Platino
  • Muestra, con las colonias bacterianas en estudio
  • Reactivos alfa- naftol / KOH
  • Estufa

 4. PROCEDIMIENTO

  • Preparamos el banco de trabajo con todo el material necesario
  • Suspendemos un inóculo en el medio de cultivo MRVP, que es un medio líquido que contiene Glucosa
  • Mezclamos por rotación
  • Incubar durante 24-48 horas, a 35-37ºC
  • Añadir 12 gotas del reactivo alfa-naftol al 5% en etanol (VPB—NARANJA), y añadir 4 gotas de KOH al 40% ( VPA——-BLANCO)
cof
cof
cof
cof
  • Agitar por rotación
  • Dejar medios abiertos e inclinados, porque el oxígeno es importante para la reacción

cof

-Precaución , evitando derrames

  • Efectuar lectura a los 5-10 minutos

-Medio color rosado ——–  Voyes-Proskauer positiva (+), con presencia de Acetoína

-Medio de color amarillo —– Voyes-Proskauer negativa (-), sin presencia de Acetoína

 

       5.  RESULTADOS

  • Ambas bacterias nos resultan con un medio de color amarillento al efectuar la lectura
cof
cof

       6. INTERPRETACIÓN RESULTADOS

  • Ambas bacterias han dado negativo en esta prueba, por lo que podemos concluir que no fermentan la glucosa por vía butanodiólica.

 

PRUEBA UTILIZACIÓN CITRATO

  1. FUNDAMENTO
  • Es una prueba que consiste en valorar si una bacteria es capaz de utilizar citrato como única fuente de carbono, y compuestos amoniacales como única fuente de nitrógeno en su metabolismo.
  • Se realiza en el medio Agar Citrato de Simmons, que contiene citrato sódico y azul bromotimol, como indicador de pH

        2. OBJETIVO

  • El objetivo de esta práctica es determinar si la unica fuente de carbono de la bacteria es el citrato, y como única fuente de nitrógeno, los compuestos amoniacales.

       3. MATERIALES

  • Papel de filtro
  • Guantes
  • Tubo con medio Citrato de Simmons
  • Mechero Bunsen
  • Asa de platino
  • Muestra, con las colonias bacterianas en estudio
  • Estufa

       4. PROCEDIMIENTO

  • Preparamos el banco de trabajo con todo el material necesario
  • Realizamos una siembra por agotamiento en la superficie del agar inclinado
  • Incubar durante 24-48 horas a 35-37 ºC
  • Efectuamos lectura

-Color del medio azul intenso ——– Citrato positiva (+)

-Color del medio azul grisáceo o sin cambio de color ——- Citrato negativa (-)

  • Es muy importante utilizar un control negativo para poder comparar los medio ante casos de duda en el viraje del color

  • Es importante tener en cuenta que pasadas 24 horas los resultados son menos fiables, ya que el color del medio tiende a virar a un color azulado transcurrido este tiempo

          5.  RESULTADOS

  • Los resultados obtenidos de ambas bacterias es un medio sin cambio de color aparente, y no pudiendo valorarlo con certeza debido a que han pasado más de 48 horas

cof

           6. INTERPRETACIÓN RESULTADOS

  • Ambas bacterias resultan citrato negativas, por lo tanto no utilizan el citrato como única fuente de carbono, ni los compuestos amoniacales como única fuente de nitrógeno.

 

 

  • En todas las practicas bioquímicas descritas en la Prueba IMVIC, solamente es necesario utilizar el Mechero Bunsen a la hora de realizar la siembra

  • Cuando procedemos a la utilización de reactivos y lectura no es necesario

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